关于蛋白激酶C与周围神经再生的原因,关于蛋白激酶C与周围神经再生的相关知识。 杨萍 2004-7-31 21:36:00 第三军医大学学报1999年第21卷第12期
随着细胞生物学和分子生物学的飞速发展,周围神经(Peripheral nerve,PN)再生的研究重点已从80年代采用显微外科技术加强神经修复时的精细操作逐渐转移到探讨调节神经再生的局部或整体的生物学因素。其中,神经再生的细胞内调节机制引起了人们极大的关注。细胞内生物信息传递系统是介于各种细胞外影响因素与细胞产生再生效应之间的桥梁,涉及多个重要的环节,蛋白激酶C(Protein kinase C,PKC)就是其中之一，它通过影响多种蛋白质底物磷酸化,参与一系列与生命现象有关的过程，如参与细胞信号传递，控制细胞增殖与分化，调节基因表达，改变细胞形态，参与神经递质释放等[1]。近年来,不少学者对PKC在PN再生过程中的作用进行了有意义的探讨。
1 PKC在周围神经中的正常分布
PKC是Nishizuka等于1977年首次发现的,经过近20年的研究,迄今为止至少已鉴定出12种亚型，根据其结构及辅助因子的不同,通常将PKC分成3大类,即典型的PKCs(α,βⅠ,βⅡ,γ),新PKCs(δ,ε,η,θ,μ)和非典型PKCs(ζ,λ,ι)[1，2]。PKC的这些亚型除了在结构上有差异外,在细胞和亚细胞分布上、底物特异性、对激活信号的敏感性以及对下调的易感性等方面都有所不同，因此,它们有各自特殊的功能。Miki[3]采用免疫组化的方法比较了大鼠脊髓颈段运动神经元自胚胎第13天至生后7周α、β、γ3种Ca2+-依赖型PKCs分布的动态变化,发现：在胚胎第13天,刚从神经上皮分化出来的运动神经元细胞核周围、树突和轴突内均有α-、β-、γ-PKC3种亚型分布,且酶活性反应程度相似；以后,核周的PKC逐渐减少,胞浆、树突、轴突中3种PKC亚型的表达各自发生不同的变化；在生后第28～35天,轴突中主要为β-PKC,在核周胞质及细胞突起中γ-PKC分布很少。这个阶段PKC的分布与成年时期几乎相同。PKC这3种亚型在运动神经元生长期和成熟期的不同分布,表明PKC可能参与神经元形态和功能分化的不同方面,其在核周分布的变化也可能提示PKC参与调节神经元细胞核的功能。Okajima等[4]用同样的方法研究了正常神经纤维中α、β、γ-PKC的分布,发现这3种亚型在正常有髓和无髓神经纤维中都存在，在有髓神经纤维中,它们主要分布在轴浆滑面内质网上,也散在于轴膜下,但在微管、微丝等细胞骨架区缺乏；在无髓神经纤维中,PKC弥散分布于整个轴浆。Kawano等[5]研究发现：正常神经纤维中δ、ε、ζ3种Ca2+-非依赖型PKCs亚型同样存在，它们呈块状分布于轴浆中并不连续地分布于轴膜下。
2 PKC与周围神经再生的关系
由于PKC在细胞中重要的生物学作用,并且在PN中分布广泛,因此,近些年来,PKC与PN再生的关系已引起人们的注意。有研究表明[4，5],在大鼠坐骨神经损伤后的再生过程中,Ca2+-依赖型PKCs(α、β、γ)和Ca2+-非依赖型PKCs(δ、ε、ζ)亚型广泛分布于新生轴芽内,且活性明显增强，而当神经再生完成后其表达下调。由此可见PKC在PN再生中可能有非常重要的作用，它可能通过下列机制参与PN再生：
2.1 PKC影响生长锥的延伸
生长锥是能引起新的胞浆突起并随之形成轴突的结构,它能对外来信号进行整合并作出适当反应。轴突的生长方向依赖于生长锥与周围环境如：细胞外基质(Extracellular matrix,ECM)和细胞粘连分子(Cell adhesion molecular,CAMs)等的相互作用[6～8],而PKC可能在生长锥的积极延伸中发挥重要的作用。首先,当轴突和生长锥形成后,PKC的激活可维持生长锥的丝状足和板状足结构，反之,则其足状突起快速回缩[9]。其次,PKC在生长锥延伸时所必需的蛋白质磷酸化中起着关键性作用[10]。再次,PKC促使神经与层粘连蛋白(Laminin)粘连,加强神经对神经生长因子(NGF)的应答反应,从而促进生长锥的延长[4]。最后,Laminin触发的生长锥的反应可能依赖于PKC激活的细胞内信号机制[9]。
2.2 PKC参与GAP-43的磷酸化
GAP-43(Growth associated protein-43)是神经特异性的钙调素连接蛋白,它是PKC特异性的底物之一,其磷酸化主要由βⅡ-PKC调控,磷酸化发生在其第41位丝氨酸残基上[8，11]。磷酸化和非磷酸化的GAP-43具有不同的功能:前者直接参与轴突的生长和突触的形成,并存在于生长锥内恒定的区域，而后者与钙调素结合,并总是存在于退缩的生长锥中[8，11]。此外,2种形式的GAP-43对F-actin聚集的影响也不完全相同:磷酸化的GAP-43与F-actin具有高亲合性,直接调节F-actin的聚集而改变生长锥的方向；而非磷酸化的GAP-43则无此作用[11]。由此可见,GAP-43参与调节神经再生主要取决于PKC的功能,只有被PKC磷酸化了的GAP-43,才能发挥其促进神经再生的作用。
2.3 PKC调节神经细胞骨架成份的磷酸化
周围神经再生的特点之一是轴突自身缺乏合成蛋白的能力,其再生所需的结构和功能物质由胞体合成后经过长距离的转运到达轴突末梢,而担任此重要功能的物质之一是微管，同时轴突的形成和径向生长也与微管密切相关[12]。处于不同状态的微管具有不同的功能。Diaz-Nido等[13]认为微管的聚集和稳定性的增加是轴突成熟和维持形状所必须的,微管的暂时解聚可使轴突改变形状。Rosner等[10]也提出,定向的轴突延伸可能基于微管的稳定和聚集成束。微管的解聚和聚集与轴突的稳定性和可塑性之间的平衡由微管相关糖蛋白(MAP)的磷酸化状态来调节,这类蛋白包括MAP-1A(350×103u),MAP-1B(320×103u),MAP-2(270×103u)和一组被称着γ-因子的蛋白质,它们的磷酸化状态由不同的蛋白激酶调控。其中,MAP-2的磷酸化与PKC密切相关。磷酸化的MAP-2主要存在于未聚集的微管中,参与微管的解聚,有利于突起改变形状和可塑性反应[12]。细胞骨架的另一主要成份肌动蛋白控制着生长锥对细胞外信号的反应,肌动蛋白丝的聚集是调节生长锥形状和运动的重要方式,由磷酸化的GAP-43调控[8，11],所以,PKC也可以通过间接作用方式调节着细胞骨架的结构与功能。
2.4 PKC促进Schwann细胞增生
Schwann细胞是PN的胶质细胞,能产生和释放大量营养因子,如NGF、脑源性神经营养因子(BDTF)、睫状神经营养因子(CNTF)、轴突趋化因子、以及CAM,髓鞘相关糖蛋白(MAG)等,同时它还有合成、分泌和聚集ECM,如:Laminin和Ⅰ、Ⅲ、Ⅳ、Ⅴ型胶原的能力。在离体实验中,上述蛋白质分子均是轴突生长的促进剂,其中Laminin调节神经突起生长的作用最为显著[14]。因此,Schwann细胞良好的功能状态是周围神经成功再生必不可少的影响因素之一。PKC与Schwann细胞的增生关系密切[4，15，16]。PN损伤以后,损伤局部Schwann细胞内β-PKC的水平上升,显示出强烈的免疫阳性反应,并且PKC的激活可促进损伤局部Schwann细胞的增生[4]。Yoshimura等[15]在培养的Schwann细胞的基质中加入神经胶质细胞生长因子(GGF),发现Schwann细胞内PKC的活性增加167%,细胞内DAG的含量增加158%,同时,Schwann细胞的分裂增加3倍；特别值得提出的是,GGF诱导的Schwann细胞增殖可被PKC抑制剂以剂量依赖的方式所抑制。此外,Schwann细胞另一细胞分裂素—血小板源性生长因子(PDGF)的受体被认为是与磷脂酰胆碱水解相关连,故PDGF诱导的Schwann细胞增生可能也是由PKC中介的。Yamada等[16]曾设计了一组被称为Twitcher鼠的动物模型，该实验动物由于缺乏半乳糖神经鞘氨醇酶(Galactosylceramidase),导致代谢毒物Psychosine(PKC的抑制剂)在Schwann细胞内堆集,使细胞代谢紊乱,分裂增生能力很低。为了进一步证实PKC活性降低与Schwann细胞减少的相关性,他们在建立此动物模型的基础上施加PKC抑制剂Staurosporine,发现:Schwann细胞的生长只需一般大鼠所需Staurosporine浓度的1/10便可以被抑制，因而,他们提出:PKC可能参与Schwann细胞的增生。近年来,还有一些研究表明,PKC不但参与了PN损伤后Schwann细胞的分裂增殖,而且还能通过不同的细胞内机制参与Schwann细胞产生促轴突生长分子的生物学过程，如Laminin诱导神经突起生长必须有活化的PKC参与；抑制PKC的活性,便抑制了神经纤维与纤维连接素、胶原蛋白和Laminin间的相互作用等[6]。
从以上的研究中可以看出,PKC在PN再生过程中发挥了多方面的作用。它通过不同的途径直接或间接地参与PN再生；同时,它对非神经细胞如Schwann细胞功能的发挥也产生非常重要的影响。神经再生是多种因素共同参与、相互协调的结果,它遵循一定的程序并通过精细复杂的调控方式完成。因此,弄清PKC以及信息传递系统其它重要环节在PN再生中的调节作用,对于揭示神经再生的分子机制,进而在临床工作中通过人工干预来有效地促进神经损伤后的再生与功能的恢复,甚至为实现中枢神经的良好再生,都具有十分重要的理论意义及应用前景。
基金项目：国家自然科学基金资助项目(39570373)
作者简介：杨 萍，女，1967.02.24生，四川省阆中市人，在读博士生，讲师，主要从事周围神经再生方面的研究。电话：(023)68752225
作者单位：第三军医大学基础医学部解剖学教研室，重庆400038
参考文献
[1] Casabona g.Intracellular signal modulation:A pivotal role for protein kinase C[J]. prog Neuro Psychopharmacol Biol Psychiatry,1997，21(3):407-409.
[2] Newton A C. Protein kinase C: Structure,function,and regulation[J].J biological Chemistry,1995，270(48):28495-28498.
[3] Miki A. Expression of alpha-beta and gamma-subspecies of protein kinase C in the motor neurons in the embryonic and postnatal rat spinal cord[J]. neurosci,1996，72(3):805-808.
[4] Okajima S, Mizoguchi A, Tamai K, et al.Distribution of protein kinase C(alpha,beta,gamma subtypes)in normal nerve fibers and in regeneration growth cones of the rat peripheral nervous system[J]. Neurosci,1995，66(3):645-648.
[5] Kawano S, Okajima S, Mizoguchi A. Immunocytochemi-cal distribution of Ca2+-independent protein kinase C subtypes(δ,ε,and ζ)in regeneration axonal growth cones of rat peripheral nerve[J]. Neurosci，1997，81(1):263-266.
[6] Bixby J L,Jhabvala P. Extracellular matrix molecules and cell adhesion molecules induce neurites through different mechanisms[J]. J Cell biol,1990，111(6,pt1):2725-2728.
[7] Keynes R ,Cook G M. Axon guidance molecules[J]. Cell,1995，83(2):161-169.
[8] Dent E W, Meiri K F. GAP-43 phosphorylation is dynamically regulated in individual growth cones[J]. J Neurobiology,1992，23(8):1037-1039.
[9] Fan J, Raper J A. Localized collapsing cues can steer growth cones without inducing their full collapse[J]. Neuron,1995，14(2):263-274.
[10] Rosner H, Fischer H. In growth cones of rat cerebral neurons and human neuroblastoma cells,activation of protein kinase C causes a shift from filopodial to lamellipodial actin dynamics[J]. Neurosci Lett,1996，219(3):175-178.
[11] He Q, Dent E W, Meiri KF.Modulation of actin Filament behavior by gAP-43(Neuromodulin)is dependent on the phosphorylation status of serine 41,the protein kinase C site[J]. J Neurosci,1997，17(10):3515-3518.
[12] Bush M S, Tonge D A, Woolf C, et al.Expression of a developmentally regulated phosphorylated isoform of microtubule-associated protein 1B in regenerating axons of the sciatic nerve[J]. Neurosci,1996，73(2):553-558.
[13] Diaz-Nido J, Serrano L, Hernandez M, et al. Phosphorylation of microtubule protein in rat brain at different developmental stages:Comparison with that found in neuronal cultures[J]. J Neurochem,1990，54(1):211-214.
[14] Xu X M. Roles of Schwann cells in the repair and regeneration of the central nervous system[J]. Chin J Neuroanatomy,1996，12(4):291-294.
[15] Yoshimura T, Goda S, Kobayashi T, et al. Involvement of protein kinase C in the proliferation of cultured Schwann cells[J]. Brain Res,1993，617(1):55-58.
[16] Yamada H, Martin P, Suzuki K.Impairment of protein kinase C activity in twitcher Schwann cells in vitro. Brain Res,1996，718(1～2):138-140.
随着细胞生物学和分子生物学的飞速发展,周围神经(Peripheral nerve,PN)再生的研究重点已从80年代采用显微外科技术加强神经修复时的精细操作逐渐转移到探讨调节神经再生的局部或整体的生物学因素。其中,神经再生的细胞内调节机制引起了人们极大的关注。细胞内生物信息传递系统是介于各种细胞外影响因素与细胞产生再生效应之间的桥梁,涉及多个重要的环节,蛋白激酶C(Protein kinase C,PKC)就是其中之一，它通过影响多种蛋白质底物磷酸化,参与一系列与生命现象有关的过程，如参与细胞信号传递，控制细胞增殖与分化，调节基因表达，改变细胞形态，参与神经递质释放等[1]。近年来,不少学者对PKC在PN再生过程中的作用进行了有意义的探讨。
1 PKC在周围神经中的正常分布
PKC是Nishizuka等于1977年首次发现的,经过近20年的研究,迄今为止至少已鉴定出12种亚型，根据其结构及辅助因子的不同,通常将PKC分成3大类,即典型的PKCs(α,βⅠ,βⅡ,γ),新PKCs(δ,ε,η,θ,μ)和非典型PKCs(ζ,λ,ι)[1，2]。PKC的这些亚型除了在结构上有差异外,在细胞和亚细胞分布上、底物特异性、对激活信号的敏感性以及对下调的易感性等方面都有所不同，因此,它们有各自特殊的功能。Miki[3]采用免疫组化的方法比较了大鼠脊髓颈段运动神经元自胚胎第13天至生后7周α、β、γ3种Ca2+-依赖型PKCs分布的动态变化,发现：在胚胎第13天,刚从神经上皮分化出来的运动神经元细胞核周围、树突和轴突内均有α-、β-、γ-PKC3种亚型分布,且酶活性反应程度相似；以后,核周的PKC逐渐减少,胞浆、树突、轴突中3种PKC亚型的表达各自发生不同的变化；在生后第28～35天,轴突中主要为β-PKC,在核周胞质及细胞突起中γ-PKC分布很少。这个阶段PKC的分布与成年时期几乎相同。PKC这3种亚型在运动神经元生长期和成熟期的不同分布,表明PKC可能参与神经元形态和功能分化的不同方面,其在核周分布的变化也可能提示PKC参与调节神经元细胞核的功能。Okajima等[4]用同样的方法研究了正常神经纤维中α、β、γ-PKC的分布,发现这3种亚型在正常有髓和无髓神经纤维中都存在，在有髓神经纤维中,它们主要分布在轴浆滑面内质网上,也散在于轴膜下,但在微管、微丝等细胞骨架区缺乏；在无髓神经纤维中,PKC弥散分布于整个轴浆。Kawano等[5]研究发现：正常神经纤维中δ、ε、ζ3种Ca2+-非依赖型PKCs亚型同样存在，它们呈块状分布于轴浆中并不连续地分布于轴膜下。
2 PKC与周围神经再生的关系
由于PKC在细胞中重要的生物学作用,并且在PN中分布广泛,因此,近些年来,PKC与PN再生的关系已引起人们的注意。有研究表明[4，5],在大鼠坐骨神经损伤后的再生过程中,Ca2+-依赖型PKCs(α、β、γ)和Ca2+-非依赖型PKCs(δ、ε、ζ)亚型广泛分布于新生轴芽内,且活性明显增强，而当神经再生完成后其表达下调。由此可见PKC在PN再生中可能有非常重要的作用，它可能通过下列机制参与PN再生：
2.1 PKC影响生长锥的延伸
生长锥是能引起新的胞浆突起并随之形成轴突的结构,它能对外来信号进行整合并作出适当反应。轴突的生长方向依赖于生长锥与周围环境如：细胞外基质(Extracellular matrix,ECM)和细胞粘连分子(Cell adhesion molecular,CAMs)等的相互作用[6～8],而PKC可能在生长锥的积极延伸中发挥重要的作用。首先,当轴突和生长锥形成后,PKC的激活可维持生长锥的丝状足和板状足结构，反之,则其足状突起快速回缩[9]。其次,PKC在生长锥延伸时所必需的蛋白质磷酸化中起着关键性作用[10]。再次,PKC促使神经与层粘连蛋白(Laminin)粘连,加强神经对神经生长因子(NGF)的应答反应,从而促进生长锥的延长[4]。最后,Laminin触发的生长锥的反应可能依赖于PKC激活的细胞内信号机制[9]。
2.2 PKC参与GAP-43的磷酸化
GAP-43(Growth associated protein-43)是神经特异性的钙调素连接蛋白,它是PKC特异性的底物之一,其磷酸化主要由βⅡ-PKC调控,磷酸化发生在其第41位丝氨酸残基上[8，11]。磷酸化和非磷酸化的GAP-43具有不同的功能:前者直接参与轴突的生长和突触的形成,并存在于生长锥内恒定的区域，而后者与钙调素结合,并总是存在于退缩的生长锥中[8，11]。此外,2种形式的GAP-43对F-actin聚集的影响也不完全相同:磷酸化的GAP-43与F-actin具有高亲合性,直接调节F-actin的聚集而改变生长锥的方向；而非磷酸化的GAP-43则无此作用[11]。由此可见,GAP-43参与调节神经再生主要取决于PKC的功能,只有被PKC磷酸化了的GAP-43,才能发挥其促进神经再生的作用。
2.3 PKC调节神经细胞骨架成份的磷酸化
周围神经再生的特点之一是轴突自身缺乏合成蛋白的能力,其再生所需的结构和功能物质由胞体合成后经过长距离的转运到达轴突末梢,而担任此重要功能的物质之一是微管，同时轴突的形成和径向生长也与微管密切相关[12]。处于不同状态的微管具有不同的功能。Diaz-Nido等[13]认为微管的聚集和稳定性的增加是轴突成熟和维持形状所必须的,微管的暂时解聚可使轴突改变形状。Rosner等[10]也提出,定向的轴突延伸可能基于微管的稳定和聚集成束。微管的解聚和聚集与轴突的稳定性和可塑性之间的平衡由微管相关糖蛋白(MAP)的磷酸化状态来调节,这类蛋白包括MAP-1A(350×103u),MAP-1B(320×103u),MAP-2(270×103u)和一组被称着γ-因子的蛋白质,它们的磷酸化状态由不同的蛋白激酶调控。其中,MAP-2的磷酸化与PKC密切相关。磷酸化的MAP-2主要存在于未聚集的微管中,参与微管的解聚,有利于突起改变形状和可塑性反应[12]。细胞骨架的另一主要成份肌动蛋白控制着生长锥对细胞外信号的反应,肌动蛋白丝的聚集是调节生长锥形状和运动的重要方式,由磷酸化的GAP-43调控[8，11],所以,PKC也可以通过间接作用方式调节着细胞骨架的结构与功能。
2.4 PKC促进Schwann细胞增生
Schwann细胞是PN的胶质细胞,能产生和释放大量营养因子,如NGF、脑源性神经营养因子(BDTF)、睫状神经营养因子(CNTF)、轴突趋化因子、以及CAM,髓鞘相关糖蛋白(MAG)等,同时它还有合成、分泌和聚集ECM,如:Laminin和Ⅰ、Ⅲ、Ⅳ、Ⅴ型胶原的能力。在离体实验中,上述蛋白质分子均是轴突生长的促进剂,其中Laminin调节神经突起生长的作用最为显著[14]。因此,Schwann细胞良好的功能状态是周围神经成功再生必不可少的影响因素之一。PKC与Schwann细胞的增生关系密切[4，15，16]。PN损伤以后,损伤局部Schwann细胞内β-PKC的水平上升,显示出强烈的免疫阳性反应,并且PKC的激活可促进损伤局部Schwann细胞的增生[4]。Yoshimura等[15]在培养的Schwann细胞的基质中加入神经胶质细胞生长因子(GGF),发现Schwann细胞内PKC的活性增加167%,细胞内DAG的含量增加158%,同时,Schwann细胞的分裂增加3倍；特别值得提出的是,GGF诱导的Schwann细胞增殖可被PKC抑制剂以剂量依赖的方式所抑制。此外,Schwann细胞另一细胞分裂素—血小板源性生长因子(PDGF)的受体被认为是与磷脂酰胆碱水解相关连,故PDGF诱导的Schwann细胞增生可能也是由PKC中介的。Yamada等[16]曾设计了一组被称为Twitcher鼠的动物模型，该实验动物由于缺乏半乳糖神经鞘氨醇酶(Galactosylceramidase),导致代谢毒物Psychosine(PKC的抑制剂)在Schwann细胞内堆集,使细胞代谢紊乱,分裂增生能力很低。为了进一步证实PKC活性降低与Schwann细胞减少的相关性,他们在建立此动物模型的基础上施加PKC抑制剂Staurosporine,发现:Schwann细胞的生长只需一般大鼠所需Staurosporine浓度的1/10便可以被抑制，因而,他们提出:PKC可能参与Schwann细胞的增生。近年来,还有一些研究表明,PKC不但参与了PN损伤后Schwann细胞的分裂增殖,而且还能通过不同的细胞内机制参与Schwann细胞产生促轴突生长分子的生物学过程，如Laminin诱导神经突起生长必须有活化的PKC参与；抑制PKC的活性,便抑制了神经纤维与纤维连接素、胶原蛋白和Laminin间的相互作用等[6]。
从以上的研究中可以看出,PKC在PN再生过程中发挥了多方面的作用。它通过不同的途径直接或间接地参与PN再生；同时,它对非神经细胞如Schwann细胞功能的发挥也产生非常重要的影响。神经再生是多种因素共同参与、相互协调的结果,它遵循一定的程序并通过精细复杂的调控方式完成。因此,弄清PKC以及信息传递系统其它重要环节在PN再生中的调节作用,对于揭示神经再生的分子机制,进而在临床工作中通过人工干预来有效地促进神经损伤后的再生与功能的恢复,甚至为实现中枢神经的良好再生,都具有十分重要的理论意义及应用前景。
基金项目：国家自然科学基金资助项目(39570373)
作者简介：杨 萍，女，1967.02.24生，四川省阆中市人，在读博士生，讲师，主要从事周围神经再生方面的研究。电话：(023)68752225
作者单位：第三军医大学基础医学部解剖学教研室，重庆400038
参考文献
[1] Casabona g.Intracellular signal modulation:A pivotal role for protein kinase C[J]. prog Neuro Psychopharmacol Biol Psychiatry,1997，21(3):407-409.
[2] Newton A C. Protein kinase C: Structure,function,and regulation[J].J biological Chemistry,1995，270(48):28495-28498.
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[4] Okajima S, Mizoguchi A, Tamai K, et al.Distribution of protein kinase C(alpha,beta,gamma subtypes)in normal nerve fibers and in regeneration growth cones of the rat peripheral nervous system[J]. Neurosci,1995，66(3):645-648.
[5] Kawano S, Okajima S, Mizoguchi A. Immunocytochemi-cal distribution of Ca2+-independent protein kinase C subtypes(δ,ε,and ζ)in regeneration axonal growth cones of rat peripheral nerve[J]. Neurosci，1997，81(1):263-266.
[6] Bixby J L,Jhabvala P. Extracellular matrix molecules and cell adhesion molecules induce neurites through different mechanisms[J]. J Cell biol,1990，111(6,pt1):2725-2728.
[7] Keynes R ,Cook G M. Axon guidance molecules[J]. Cell,1995，83(2):161-169.
[8] Dent E W, Meiri K F. GAP-43 phosphorylation is dynamically regulated in individual growth cones[J]. J Neurobiology,1992，23(8):1037-1039.
[9] Fan J, Raper J A. Localized collapsing cues can steer growth cones without inducing their full collapse[J]. Neuron,1995，14(2):263-274.
[10] Rosner H, Fischer H. In growth cones of rat cerebral neurons and human neuroblastoma cells,activation of protein kinase C causes a shift from filopodial to lamellipodial actin dynamics[J]. Neurosci Lett,1996，219(3):175-178.
[11] He Q, Dent E W, Meiri KF.Modulation of actin Filament behavior by gAP-43(Neuromodulin)is dependent on the phosphorylation status of serine 41,the protein kinase C site[J]. J Neurosci,1997，17(10):3515-3518.
[12] Bush M S, Tonge D A, Woolf C, et al.Expression of a developmentally regulated phosphorylated isoform of microtubule-associated protein 1B in regenerating axons of the sciatic nerve[J]. Neurosci,1996，73(2):553-558.
[13] Diaz-Nido J, Serrano L, Hernandez M, et al. Phosphorylation of microtubule protein in rat brain at different developmental stages:Comparison with that found in neuronal cultures[J]. J Neurochem,1990，54(1):211-214.
[14] Xu X M. Roles of Schwann cells in the repair and regeneration of the central nervous system[J]. Chin J Neuroanatomy,1996，12(4):291-294.
[15] Yoshimura T, Goda S, Kobayashi T, et al. Involvement of protein kinase C in the proliferation of cultured Schwann cells[J]. Brain Res,1993，617(1):55-58.
[16] Yamada H, Martin P, Suzuki K.Impairment of protein kinase C activity in twitcher Schwann cells in vitro. Brain Res,1996，718(1～2):138-140.